Efecto del pH de cinco soluciones extensoras sobre la movilidad espermática en trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss)

Autores/as

  • María De Los Angeles Peralta Matínez Doctorado en Ciencias Biológicas y de la Salud, Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Iztapalapa. Avenida San Rafael Atlixco 186, col. Vicentina, Iztapalapa, CDMX, 09340. México Dirección General Adjunta de Investigación en Acuacultura, Instituto Nacional de Pesca. Avenida México 190, col. del Carmen, Coyoacán, CDMX, 04100. México
  • Salvador Romo García Laboratorio de Reproducción, Departamento de Ciencias Pecuarias, Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán, Universidad Nacional Autónoma de México. Carretera Cuautitlán-Teoloyucan Km 2.5, Estado de México, 54714. México
  • Michael Edward Kjelland Conservation, Genetics & Biotech, LLC, 10921 36 Street SE Valley City, ND 58072, Estados Unidos
  • Humberto González-Márquez Departamento de Ciencias de la Salud, Universidad Autónoma Metropolitana Unidad Iztapalapa. Avenida San Rafael Atlixco 186, col. Vicentina, Iztapalapa, CDMX, 09340. México

DOI:

https://doi.org/10.24275/uam/izt/dcbi/hidro/2017v28n2/Paralta

Palabras clave:

espermatozoides, movilidad, pH, soluciones extensoras, trucha arcoíris

Resumen

Antecedentes. La función principal de los diluyentes o soluciones extensoras es conservar la viabilidad y mantener inactiva la movilidad espermática el mayor tiempo posible para, posteriormente, permitir al espermatozoide llegar al micrópilo y fecundarlo. En la trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss) la elaboración de estos diluyentes ha logrado avances importantes al establecer protocolos de control y manejo de gametos, los cuales difieren mucho en su composición. No obstante, no ha quedado establecido cuál es el mecanismo de acción del pH sobre la movilidad espermática ni su efecto en la elaboración de estas soluciones. Objetivos. Evaluar el efecto del pH de cinco soluciones extensoras a 5 ºC sobre la movilidad espermática de trucha arcoíris durante la activación de espermatozoides. Métodos. Se recolectaron muestras de semen de 96 machos y se probaron 3 soluciones extensoras de composición simple (306, 512 y Mounib) y dos de composición compleja (Erdahl & Graham y Hanks), con diferentes pH (7, 7.2, 7.4, 7.6, 7.8, 8.0 y 8.2), así como tres soluciones activadoras (DIA 532, suero salino fisiológico y agua de estanque). Resultados. Los extensores presentaron una alta capacidad de amortiguamiento porque fueron esterilizados. Los mayores porcentajes de activación de movilidad se obtuvieron con DIA 532. Las soluciones extensoras 306, 512 y Hanks mostraron una relación positiva entre el pH y el porcentaje de movilidad. Las soluciones de Erdahl & Graham y Mounib no permitieron la activación del movimiento de espermatozoides sin importar el pH. Conclusiones. Con las soluciones 306, 512 y Hanks se encontró una relación positiva entre el pH y el porcentaje de movilidad de espermatozoides de trucha y un efecto inverso con la solución de activación DIA 532.

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Citas

Agarwal, N. K. 2011. Cryopreservation of fish semen. In: Bhatt, J. P., M. Thapliyal & A. Thapliyal (Eds.). Himalayan aquatic biodiversity conservation & new tools in biotechnology. Transmedia Publication, India. 194 p.

Aguilar-Juárez, M. 2010. Introducción a la maduración gonádica y conservación del esperma de la trucha de San Pedro Mártir Oncorhynchus mykiss nelsoni (Evermann, 1908). Tesis de doctorado en Ciencias (Ecología). Facultad de Ciencias Marinas. Universidad Autónoma de Baja California, Ensenada, Baja California, México. 275 p.

Alavi, S. M. & J. Cosson. 2005. Sperm motility in fishes. I. Effects of temperature and pH: a review. Cell Biology International 29: 101-110. DOI:10.1016/j.cellbi.2004.11.021

Alavi, S. M. & J. Cosson. 2006. Sperm motility in fishes. (II) Effects of ions and osmolality: A review. Cell Biology International 30: 1-14. DOI:10.1016/j.cellbi.2005.06.004

Alavi, S. M. H., J. Cosson, M. Karami, B. M. Amiri & M. A. Akhoundzadeh. 2004. Spermatozoa motility in the Persian sturgeon, Acipenser persicus: effects of pH, dilution rate, ions and osmolality. Society for Reproduction and Fertility 128: 819-828.

Alavi, S. M. H., J. Cosson, M. Karami, B. M. Amiri & M. A. Akhoundzadeh. 2004. Spermatozoa motility in the Persian sturgeon, Acipenser persicus: effects of pH, dilution rate, ions and osmolality. Society for Reproduction and Fertility 128: 819-828.

Alberts, B. & D. Bray. 2006. Introducción a la Biología Celular. 2a. ed. Buenos Aires: Médica Panamericana. 864 p.

Baynes, S. M., A. P. Scott & A. P. Dawson. 1981. Rainbow trout, Salmo gairdnerii Richardson, spermatozoa: Effects of and pH on motility. Fishery Biology 19 (3): 245-264.

Billard, R. 1977. A new technique or artificial insemination for salmonids using a sperm diluent. Fisheries 2: 24-25.

Bondarenko, O., B. Dzyuba, J. Cosson, M. Rodina & O. Linhart. 2014. The role of Ca2+ and Na+ membrane transport in brook trout (Salvelinus fontinalis) spermatozoa motility. Fish Physiology and Biochemistry 40 (5): 1417-1421. DOI:10.1007/s10695-014-9936-5

Boitano, S. & K. C. Omoto. 1991. Membrane hyperpolarization activates trout sperm without an increase in intracellular pH. Journal of Cel

Science 98: 343-349.

Cabrera, V. P., L. A. Ayulo & A. C. Pantoja. 2011. Efecto del dilutor tris y citrato con yema de huevo de codorniz sobre la viabilidad espermática en semen ovino congelado en pajillas. Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú 22 (2): 105-113.

Ciereszko, A., G. J. Dietrich, M. A. Dietrich, J. Nynca, H. Kuzminski, S. Dobosz & J. Grudniewska. 2010. Effects of pH on sperm motility in several Salmoniformes species: Oncorhynchus mykiss, Salvelinus fontinalis, Salmo trutta, Salmo salar and Thymallus thymallus. Applied Ichthyology 26: 665-667.

Ciereszko, A., G. J. Dietrich, J. Nynca, S. Dobosz & J. Krom. 2015. Maturation of spermatozoa from rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) sexreversed females using artificial seminal plasma or glucose-methanol

extender. Theriogenology 83 (7): 1213-1218. DOI:10.1016/j.theriogenology.2014.12.028

Cosson, J. 1999. Ionic factors regulating the motility of fish sperm. In: Gagnon, C. (Ed.). The Male Gamete: From Basic Knowledge to Clinical Applications. Cache River Press, pp. 161-186.

Cosson, J. 2004. The Ionic and Osmotic Factors Controlling Motility of Fish Spermatozoa. Aquaculture International 12: 69-85.

Chantzaropoulos, A., C. Nathanailides, L. Kokokiris, A. Barbouti & T. Zhang. 2015. A brief exposure to low pH prior to refrigerated storage reduces the motility and viability of goldfish sperm (Carassius auratus, Linnaeus, 1758). Applied Ichthyology 31 (1): 89-93.

Da Silva, J. C., A. S. Varela Junior, J. S. Caldas, C. Da Silva Freitas, J. G. Botelho, E. P. Colares & C. D. Corcini. 2016. The effects of osmolality on sperm quality in Jenynsia multidentata (Cyprinodontiformes: Anablepidae). Fish Physiolgy and Biochemistry 42 (1): 93-102. DOI:10.1007/s10695-015-0120-3

Dziewulska, K., A. Rzemieniecki, J. Domagała. 2008. Basic physico-chemical parameters of milt from sea trout (Salmo trutta m. trutta), brook trout (Salvelinus fontinalis) and rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Journal of Applied Ichthyology 24 (4): 497-502. DOI:10.1111/j.1439-0426.2008.01133

Dziewulska , K. & J. Doma gala. 2013. Effect of pH and cation concentrations on spermatozoan motility of sea trout (Salmo trutta m. trutta L.). Theriogenology 79 (1): 48-58. DOI:10.1016/j.theriogenology.2012.09.008

Dzyuba, B., J. Cosson, G. Yamaner, O. Bondarenko, M. Rodina, D. Gela, V. Bondarenko, A. Shaliutina & O. Linhart. 2013. Hypotonic treatment prior to freezing improves cryoresistance of common carp (Cyprinus carpio L.) spermatozoa. Cryobiology 66 (2): 192-194. DOI:10.1016/j.cryobiol. 2012.12.003.

Erdahl, D. A. & E. F. Graham. 1980. Cryopreservation of spermatozoa of the brook and rainbow trout. CryoLetters 1: 203-208.

Garzon, D. L., D. S. Penaranda, L. Pérez, F. Marco-Jiménez, X. Espert, T. Muller, M. Jover & J. F. Asturiano. 2008. Effects of pH, sodium bicarbonate, cryoprotectants and foetal bovine serum on the cryopreservation of European eel sperm. Reproduction in domestic animals 43 (1): 99-105. DOI:10.1111/j.1439-0531.2007.00861.x

Gregorio, M. J. & S. Prado-Carrasco. 2010. Crioconservación de semen en peces: Efecto sobre la movilidad y fertilidad. Acta Biológica Colombiana 15 (2): 3-24.

Heerder, E. V., H. J. Vuren & G. J. Steyn. 1993. Development and evaluation of sperm diluents for the artificial insemination of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Aquatic, Living Resourt 6: 57-62.

Hu, J., Y. Zhang, R. Zhou & Y. Zhang. 2009. Changes in extracellular osmolality initiate sperm motility in freshwater teleost rosy barb Puntius conchonius. Theriogenology 72 (5): 704-710. DOI:10.1016/j.theriogenology.2009.05.009

Ingermann, R. L., D. C. Bencic & J. G. Gloud. 2002. Low seminal plasma buffering capacity corresponds to high pH sensitivity of sperm motility in salmonids. Fish Physiol Biochemistry 24: 299-307.

Ingermann, R. L., M. Holcomb, M. D. Zuccarelli, M. K. Kanuga & J. G. Cloud.2008. Initiation of motility by steelhead (Oncorhynchus mykiss) sperm: Membrane ion exchangers and pH sensitivity. Comparative Biochemistry and Physiology, Part A 151: 651-656.

Inan, B. E. & F. Ogretmen. 2015. Determination of differences in the biochemical properties of sperm activating and non-activating ovarian fluids and their influences on sperm motility in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss ) . Aquaculture 448: 539-544.

Jiménez, L. F. & H. Merchant. 2003. Biología celular y molecular. Pearson Educación. México. 912 p.

Legendre, M. & R. Billard. 1980. Cryopreservation of rainbow trout sperm by deep-freezing. Reproduction Nutrition Development 20 (6): 1859-1868.

Liu, C. H., H. B. Dong, D. L. Ma, Y. W. Li, D. Han, M. J. Luo, Z. L. Chang & J. H. Tan. 2016. Effects of pH during liquid storage of goat semen on sperm viability and fertilizing potential. Animal Reproduction Science 164: 47-56. DOI:10.1016/j.anireprosci.2015.11.011.

Li, P., Z.H. Li, M. Hulak, M.Rodina, & O.Linhart. (2012). Regulation of spermatozoa motility in response to cations in Russian sturgeon (Acipenser gueldenstaedtii). Theriogenology 78: 102-109. DOI:10.1111 /j.1439-0531.2010.01651

Lodish , H., A. Berk, P. Matsudaira, Ch. A. Kaiser, M. Krieger, M.P. Scott, S. L.Zipursky & J. Darnell. 2006. Biología celular y molecular. 5ª ed.Médica Panamericana, Buenos Aires. 1088 p.

López, M. L. & C. Segura. 2008. Nuevas vías de permeabilidad y regulación del pH intracelular como posibles blancos terapéuticos en Plasmodium falciparum. Acta Biológica Colombiana 13 (2): 3-21

Medina -Robles, V. M., Y. M. Velasc o-San tama ría & P. E. Cruz-Casa llas . 2005. Aspectos generales de la crioconservación espermática en peces teleósteos. Revista Colombiana de Ciencias Pecuarias 18 (1): 34-48.

Mohr, L. C. & S. M. Chalanchuk. 1985. The effect of pH on sperm motility of white suckers, Catostomus commersoni, in the Experimental Lakes Area. Environmental Biology of Fishes 14 (4): 309-314.

Morisawa, M., M. Okuno, K. Suzuki, S. Morisawa & K. Ishida. 1983. Effects of potassium and osmolality on spermatozoan motility of salmonid fishes. Experimental Biology 107: 105-113.

Mounib, M. S. 1978. Cryogenic preservation of fish and mammalian spermatozoa. Reproduction and Fertility 53 (1): 13-8.

Nynca, J., G. J. Dietrich, H. Kuzminski, S. Dobosz & A. Ciereszko. 2012. Sperm motility rate at pH 6.5 as a useful parameter for the evaluation of rainbow trout sperm quality and usefulness for short-time storage. Applied Ichthyology 28: 930-933.

Ögretmen, F., S. Golbasi & B. E. Inanan. 2014. Inhibitory effect of K+ and Ca2 + concentrations, pH, and osmolality of activation solution on motility of shabut (Barbus grypus Heckel 1843) spermatozoa. Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences 38: 245-252.

Peralta-Martínez, M. A., J. Velazco-Sarabia, D. A. Retana-Ortega. 2018. Evaluation of sperm quality in adult white fish (Chirostoma estor) Jordan 1879, Mexico. Journal of Entomology and Zoology Studies 6 (1): 121-125.

Pullin, R. S. V. 1972. The storage of plaice (Pleuronectes platessa) sperm at low temperatures. Aquaculture 1: 279-283.

Rosengrave, P., H. Taylor, R. Montgomerie, V. Metcalf, K. McBride & N. J. Gemmell. 2008. Chemical composition of seminal and ovarian fluids of chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) and their effects on sperm motility traits. Comparative Biochemistry and Physiology, Part A: 152: 123-129.

Sanches, E. A., G. Newmann., C. Pereira & R. A. Bombadelli. 2015. Effects of water pH on gamete activation, embryonic development, and larval normality in Prochilodus lineatus. Ciências Agrárias, Londrina 36 (4): 2871-2880. DOI: 10.5433/1679-0359.2015v36n4p2871

Tabares, C. J., A. M. Tarazona & Á. M. Olivera. 2005. Fisiología de la activación del espermatozoide en peces de agua dulce. Revista Colombiana de Ciencias Pecuarias 18 (2): 149-161.

Takei, G. L., C. Mukai & M. Okuno. 2012. Transient Ca2+ mobilization caused by osmotic shock initiates salmonid fish sperm motility. The Journal of Experimental Biology 215: 630-641.

Valdebenito, I., C. Fletcher, V. Vera & J. Fernández. 2009. Factores fisicoquímicos que regulan la motilidad espermática en peces: aspectos básicos y aplicados. Una revisión. Archivos de Medicina Veterinaria 41: 97-106.

Viveiros, A. T., Z. A. Isa u, D. Can epp ele & M. C. Leal. 2012. Sperm cryopreservation affects postthaw motility, but not embryogenesis or larval growth in the Brazilian fish Brycon insignis (Characiformes). Theriogenology 78 (4): 803-810. DOI:10.1016/j.theriogenology.2012.03.028.

Yang, H., L. Hazlewood, R. B. Walter & T. R. Tiersch. 2006. Effect of osmotic immobilization on refrigerated storage and cryopreservation of sperm from a viviparous fish, the green swordtail Xiphophorus helleri. Cryobiology 52 (2): 209-218. DOI:10.1016/j.cryobiol.2005.11.002

Woolsey, J. & R. L. Ingermann. 2003. Acquisition of the potential for sperm motility in steelhead (Oncorhynchus mykiss): effect of pH on dynein ATPase. Fish Physiology and Biochemistry 29: 47-56.

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Publicado

2018-08-31

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Peralta Matínez, M. D. L. A., Romo García, S., Edward Kjelland, M., & González-Márquez, H. (2018). Efecto del pH de cinco soluciones extensoras sobre la movilidad espermática en trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss). HIDROBIOLÓGICA, 28(2). https://doi.org/10.24275/uam/izt/dcbi/hidro/2017v28n2/Paralta

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